Wie funktioniert CRISPR/Cas9?
Genome Editing gilt als eine der spannendsten Entwicklungen der modernen Molekularbiologie – wird aber auch kontrovers diskutiert. Mithilfe der CRISPR/Cas-Methode lassen sich gezielt Veränderungen im Erbgut erzeugen. Einige davon könnten grundsätzlich auch durch natürliche Mutationen entstehen. Dabei muss nicht zwangsläufig fremde DNA in einen Organismus eingebracht werden. Die gezielte Veränderung des Erbguts eröffnet viele Möglichkeiten: In der Medizin wird CRISPR/Cas beispielsweise für neue Therapieansätze bei genetisch bedingten Erkrankungen, Krebs oder Infektionskrankheiten erforscht. Inzwischen ist die Technologie sogar in der klinischen Medizin angekommen: Seit 2024 ist mit Casgevy die erste CRISPR/Cas9-basierte Therapie in der Europäischen Union zugelassen. [1] Auch in der Pflanzenzüchtung ist das Potenzial groß. Pflanzen könnten beispielsweise gezielt widerstandsfähiger gegenüber Krankheiten, Hitze oder Trockenheit gemacht werden, ohne dafür ausschließlich auf zufällig entstandene Mutationen angewiesen zu sein.
Gleichzeitig gibt es offene Fragen und Risiken. Besonders sensibel ist die mögliche Veränderung menschlicher Keimzellen oder Embryonen, denn solche Eingriffe könnten an kommende Generationen weitergegeben werden. Die Weltgesundheitsorganisation WHO hält einen klinischen Einsatz von vererbbarem Genome Editing beim Menschen derzeit für nicht verantwortbar. Auch mögliche unbeabsichtigte Veränderungen des Erbguts müssen bei Anwendungen sorgfältig untersucht werden. [2] Aber wie funktioniert diese viel zitierte „Genschere“ eigentlich?
Was ist CRISPR/Cas?
Seit dem Jahr 2012, als ein Forschungsteam um die Biochemikerinnen Emmanuelle Charpentier und Jennifer Doudna einen wegweisenden Artikel über das CRISPR/Cas9-System im Fachjournal Science veröffentlichte, ist die Methode aus der molekularbiologischen Forschung kaum noch wegzudenken. [3] Das Spannende daran: CRISPR/Cas wurde nicht im Labor erfunden. Das System ist Teil einer adaptiven Immunabwehr, mit der sich Bakterien wie beispielsweise Streptococcus pyogenes gegen den Angriff von Viren – sogenannten Bakteriophagen – schützen. [4]
Befällt ein solcher Virus ein Bakterium, schleust er sein genetisches Material in die Zelle ein. Bestimmte CRISPR/Cas-Systeme können daraufhin kurze Abschnitte der fremden DNA aufnehmen und in das eigene Bakteriengenom einbauen. Diese gespeicherten DNA-Stücke werden Spacer genannt. Der Bereich, in den die Spacer eingebaut werden, heißt CRISPR – die Abkürzung steht für clustered regularly interspaced short palindromic repeats. Er besteht vereinfacht gesagt aus sich wiederholenden DNA-Abschnitten, zwischen denen die unterschiedlichen Spacer liegen. Das Bakterium besitzt damit eine Art genetisches Gedächtnis an frühere Eindringlinge.
Wird dieser CRISPR-Bereich später abgelesen, entstehen daraus kurze CRISPR-RNAs (crRNAs), die Informationen aus den gespeicherten Spacer-Sequenzen enthalten. Im natürlichen CRISPR/Cas9-System arbeiten diese RNAs zusammen mit einer weiteren RNA, der sogenannten tracrRNA, und der Cas9-Nuklease – einem Enzym, das DNA schneiden kann. Wird das Bakterium erneut von einem Virus mit einer passenden DNA-Sequenz angegriffen, kann der RNA-Cas9-Komplex die fremde DNA erkennen und gezielt schneiden. Genau daher stammt die anschauliche Bezeichnung „Genschere“. Eine wichtige Rolle spielen dabei sogenannte PAM-Sequenzen (protospacer adjacent motifs). Das sind kurze DNA-Motive direkt neben der eigentlichen Zielsequenz. Cas9 sucht zunächst nach einem geeigneten PAM und prüft anschließend, ob die benachbarte DNA zur RNA im Cas9-Komplex passt. Nur wenn beides zusammenpasst, kann Cas9 die Ziel-DNA effizient schneiden. [5] Das CRISPR/Cas-System ermöglicht Bakterien also eine schnelle Wiedererkennung und Abwehr bestimmter Eindringlinge. Da die gespeicherten Spacer im Bakteriengenom liegen, können sie bei der Zellteilung außerdem an die Tochterzellen weitergegeben werden.
Wie funktioniert die Genschere CRISPR/Cas9?
Auf der Grundlage dieses natürlichen CRISPR/Cas9-Systems entwickelten Forschende ein vergleichsweise einfaches und effizientes Werkzeug, mit dem sich DNA gezielt und sequenzspezifisch bearbeiten lässt. Der besondere Erfolg: Das Prinzip funktioniert nicht nur in Bakterien, sondern lässt sich auch in den Zellen von Pflanzen, Pilzen und Tieren – einschließlich menschlicher Zellen – einsetzen. Das gentechnologische Werkzeug besteht, etwas vereinfacht, im Wesentlichen aus zwei Komponenten: Zum einen gibt es ein programmierbares RNA-Molekül, die sogenannte single guide RNA (sgRNA). Sie vereint die Funktionen der beiden natürlichen RNA-Komponenten crRNA und tracrRNA und enthält eine Sequenz, die zur gewünschten Zielstelle im Genom passt. Sie funktioniert also gewissermaßen als molekularer Lotse. Zum anderen gibt es die daran gekoppelte Cas9-Nuklease, die eigentliche „Genschere“.
Der Cas9-sgRNA-Komplex sucht in der DNA zunächst nach geeigneten PAM-Sequenzen. Bei der häufig eingesetzten Cas9-Variante aus Streptococcus pyogenes ist dies typischerweise die kurze Sequenz NGG, wobei N für eine beliebige DNA-Base stehen kann. Findet Cas9 eine geeignete PAM-Sequenz, wird geprüft, ob die direkt danebenliegende DNA-Sequenz zur Guide-RNA passt. Ist die Übereinstimmung ausreichend groß, bindet der Komplex an die DNA – und Cas9 schneidet beide DNA-Stränge. Wichtig ist also: Die PAM-Sequenz ist nicht selbst die eigentliche Zielsequenz. Sie liegt direkt daneben und dient Cas9 als wichtiges Erkennungssignal. Das Genom ist damit an der gewünschten Position geschnitten. Aber wie entsteht daraus nun eine genetische Veränderung?
Und wie wird durch diesen Schnitt die Gensequenz verändert?
Das Geheimnis liegt im zelleigenen Reparatursystem. Ein Doppelstrangbruch der DNA ist für eine Zelle ein ernstes Problem und muss möglichst schnell repariert werden. Genau diese natürlichen Reparaturmechanismen macht sich das Genome Editing zunutze. Ein sehr häufiger Reparaturweg ist das sogenannte Non-Homologous End Joining, kurz NHEJ. Dabei werden die beiden Enden des DNA-Bruchs wieder miteinander verbunden. Das funktioniert schnell, aber nicht immer völlig fehlerfrei. An der Bruchstelle können einzelne oder mehrere DNA-Bausteine verloren gehen oder neu eingefügt werden. Man spricht von Insertionen oder Deletionen, kurz Indels. Befindet sich der Schnitt innerhalb eines Gens, können solche Veränderungen dessen Funktion stören. Wird beispielsweise eine Anzahl von Basen eingefügt oder entfernt, die nicht durch drei teilbar ist, kann sich das Leseraster des Gens verschieben. Dadurch kann es passieren, dass kein funktionsfähiges Protein mehr gebildet wird. So lässt sich beispielsweise ein bestimmtes Gen gezielt ausschalten.
Es gibt aber noch einen zweiten wichtigen Reparaturweg: die homologiegerichtete Reparatur, kurz HDR (homology-directed repair). Dabei nutzt die Zelle eine passende DNA-Sequenz als Vorlage, um die Bruchstelle zu reparieren. Im Labor kann den Zellen dafür auch gezielt eine DNA-Vorlage angeboten werden. Auf diese Weise lassen sich bestimmte Veränderungen präziser einbringen oder DNA-Sequenzen gezielt ergänzen. HDR funktioniert allerdings nicht in jeder Zelle gleich gut und hängt unter anderem vom Zelltyp und von der Phase des Zellzyklus ab. In vielen Zellen ist NHEJ der häufigere Reparaturweg. [6] CRISPR/Cas9 verändert die DNA also nicht einfach dadurch, dass sie geschnitten wird. Die eigentliche genetische Veränderung entsteht vor allem dadurch, wie die Zelle diesen Schnitt anschließend repariert.
CRISPR/Cas9-Anwendungen in der Pflanzenzüchtung
Mutationen sind eine wichtige Grundlage der Evolution – aber auch der Pflanzenzüchtung. Sie erzeugen genetische Vielfalt und damit die Chance, dass Pflanzen neue, für die Züchtung interessante Eigenschaften entwickeln. Bei klassischen Mutageneseverfahren werden beispielsweise Chemikalien oder ionisierende Strahlung eingesetzt, um Veränderungen im Genom von Pflanzenzellen hervorzurufen. Dabei entstehen zahlreiche Mutationen weitgehend zufällig im Erbgut. Anschließend müssen diejenigen Pflanzen gefunden werden, die tatsächlich eine gewünschte Eigenschaft besitzen. Das kann ein langwieriger Prozess sein.
Genome Editing ermöglicht einen gezielteren Ansatz: Mutationen können an vorher ausgewählten Stellen im Genom erzeugt werden. Moderne Genome-Editing-Verfahren erlauben neben dem Ausschalten von Genen inzwischen auch gezielte Basenaustausche sowie weitere präzise Veränderungen. [7] Dadurch lassen sich bestimmte Züchtungsziele schneller und gezielter verfolgen. Dazu gehören beispielsweise eine erhöhte Widerstandsfähigkeit gegenüber Krankheitserregern, eine bessere Toleranz gegenüber Hitze, Trockenheit oder Salz sowie Veränderungen von Inhaltsstoffen oder anderen Qualitätseigenschaften. Genome Editing kann damit ein zusätzliches Werkzeug für eine nachhaltigere und an veränderte Umweltbedingungen angepasste Landwirtschaft sein. Gleichzeitig kann die Technologie allein natürlich keine Probleme wie Klimawandel, Ernährungssicherheit oder eine gerechte Verteilung von Nahrungsmitteln lösen – dafür spielen viele weitere ökologische, wirtschaftliche und gesellschaftliche Faktoren eine Rolle.
Auch rechtlich ist das Thema in Bewegung. Die Europäische Union hat 2026 neue Regeln für Pflanzen beschlossen, die durch bestimmte neue genomische Techniken (NGT) wie gezielte Mutagenese und Cisgenese erzeugt wurden. Dabei wird künftig zwischen unterschiedlichen Kategorien von NGT-Pflanzen unterschieden. Die neuen Regeln traten am 16. Juli 2026 in Kraft und werden ab 17. Juli 2028 angewendet. Bis dahin gelten für entsprechende Pflanzen weiterhin die bisherigen EU-Regelungen für gentechnisch veränderte Organismen. [8]
CRISPR/Cas9 zeigt damit eindrucksvoll, wie aus einem natürlichen Abwehrmechanismus von Bakterien eines der wichtigsten Werkzeuge der modernen Molekularbiologie werden konnte. Die Methode eröffnet große Möglichkeiten für Forschung, Medizin und Pflanzenzüchtung – ist aber keine Technologie ohne Grenzen oder Risiken. Und gerade das macht sie so spannend: Die „Genschere“ kann DNA erstaunlich gezielt schneiden. Was wir daraus machen und wie wir die Technologie einsetzen, ist allerdings eine deutlich komplexere Frage.
Quellen:
[1] European Medicines Agency (EMA): Casgevy (exagamglogene autotemcel). Informationen zur EU-weiten Zulassung zur Behandlung bestimmter Patientinnen und Patienten mit transfusionsabhängiger Beta-Thalassämie und schwerer Sichelzellkrankheit, 2024.
[2] World Health Organization (WHO) (2021): Human genome editing: recommendations. WHO, Genf. ISBN 978-92-4-003038-1.
[3] Jinek, M.; Chylinski, K.; Fonfara, I.; Hauer, M.; Doudna, J. A.; Charpentier, E. (2012): A Programmable Dual-RNA-Guided DNA Endonuclease in Adaptive Bacterial Immunity. Science, 337 (6096), 816–821. DOI: 10.1126/science.1225829.
[4] Wright, A. V.; Nuñez, J. K.; Doudna, J. A. (2016): Biology and Applications of CRISPR Systems: Harnessing Nature’s Toolbox for Genome Engineering. Cell, 164 (1–2), 29–44. DOI: 10.1016/j.cell.2015.12.035.
[5] Sternberg, S. H.; Redding, S.; Jinek, M.; Greene, E. C.; Doudna, J. A. (2014): DNA interrogation by the CRISPR RNA-guided endonuclease Cas9. Nature, 507, 62–67. DOI: 10.1038/nature13011.
[6] Nambiar, T. S. et al. (2025): Fine-Tuning Homology-Directed Repair (HDR) for Precision Genome Editing: Current Strategies and Future Directions. International Journal of Molecular Sciences, 26, 4067. DOI: 10.3390/ijms26094067.
[7] Gao, C. et al. (2024): Targeted genome-modification tools and their advanced applications in crop breeding. Nature Reviews Genetics. DOI: 10.1038/s41576-024-00720-2.
[8] Europäische Kommission (2026): EU legislation on new genomic techniques for plants. Informationen zu den neuen EU-Regelungen für Pflanzen aus gezielter Mutagenese und Cisgenese und zur Anwendung ab 17. Juli 2028.